Đánh giá tình trạng kháng kháng sinh của một số vi khuẩn phân lập từ cá chép Cyprinidae tại Cần Thơ và An Giang
Viện Y sinh Nhiệt đới, Trung tâm Nhiệt đới Việt - Nga
63 Nguyễn Văn Huyên, Nghĩa Đô, Hà Nội
Số điện thoại: 0348689937; Email: pvnhung0506@gmail.com
Nội dung chính của bài viết
Tóm tắt
Nghiên cứu này cung cấp dữ liệu thực tế về tình trạng kháng kháng sinh của các chủng vi khuẩn phân lập từ cá chép tại tỉnh Cần Thơ, An Giang, Việt Nam. Tổng cộng 200 mẫu (vẩy, da, mô cơ và các cơ quan nội tạng) từ cá chép được thu thập từ các ao hồ tự nhiên và một số cơ sở nuôi trồng thủy sản tại Cần Thơ, An Giang. Các mẫu được tiến hành làm sạch, khử trùng sau đó tiến hành đồng nhất và nuôi cấy phân lập trên các môi trường khác nhau. Các chủng vi khuẩn được định danh bằng hệ thống MALDI-TOF MS và đánh giá độ nhạy cảm với kháng sinh bằng phương pháp khuếch tán đĩa Kirby-Bauer. Kết quả chúng tôi đã phân lập được 607 chủng vi khuẩn đồng thời ghi nhận kiểu hình kháng kháng sinh ở nhiều nhóm vi khuẩn. Cụ thể, các chủng thuộc chi Enterobacter và Serratia có tỉ lệ kháng lên tới 90,6–100% với amoxicillin/acid clavulanic. Trong khi đó, Hafnia alvei thể hiện tỷ lệ kháng cao với cephalosporin thế hệ 3 (81,3%) và kháng trung bình với cephalosporin thế hệ 4 (25%). Ở vi khuẩn Pseudomonas spp. cho thấy sự đa kháng, các chủng vi khuẩn này thể hiện tính kháng 100% với ciprofloxacin, cephalosporin (thế hệ 3 và 4) và imipenem. Tương tự, toàn bộ chủng Acinetobacter được phân lập đều kháng ciprofloxacin (100%). Đối với chi Aeromonas, tỷ lệ kháng levofloxacin là 61,8%; đồng thời 34,7% chủng kháng với ít nhất một kháng sinh khác trong nhóm fluoroquinolone. Những phát hiện này phản ánh thực trạng kháng kháng sinh đang tồn tại ở các vi khuẩn phân lập từ động vật thủy sản cho thấy sự cần thiết của việc tiếp tục theo dõi và đánh giá tình trạng kháng kháng sinh trong lĩnh vực thủy sản.
Abstract
This study provided empirical data on the antibiotic resistance profiles of bacteria isolated from fish of the family Cyprinidae in Can Tho and An Giang provinces, Vietnam. A total of 200 samples including scales, skin, muscle tissue, and internal organs were collected from Cyprinidae obtained from natural ponds, lakes, and aquaculture facilities. The samples were cleaned, surface-sterilized, homogenized, and cultured for bacterial isolation on different media. Bacterial isolates were identified using the MALDI-TOF MS system, and antibiotic susceptibility was evaluated using the Kirby-Bauer disk diffusion method. The results showed that 607 bacterial strains were isolated, and alarming antibiotic resistance phenotypes were recorded in multiple bacterial groups. Specifically, isolates from the genera Enterobacter and Serratia exhibited extremely high resistance rates (90.6–100%) to amoxicillin/clavulanic acid. Meanwhile, Hafnia alvei showed high resistance to third-generation cephalosporins (81.3%) and moderate resistance to fourth-generation cephalosporins (25%). Pseudomonas spp. demonstrated multidrug resistance, with all isolates exhibiting 100% resistance to ciprofloxacin, third- and fourth-generation cephalosporins, and imipenem. Similarly, all recovered Acinetobacter isolates were resistant to ciprofloxacin (100%). Among Aeromonas isolates, the resistance rate to levofloxacin reached 61.8%, and 34.7% were resistant to at least one additional fluoroquinolone. These findings reflect the existing status of antibiotic resistance among bacterial isolates from aquatic animals and highlight the need for continued surveillance and assessment of antibiotic resistance in aquaculture.
Từ khóa
Kháng kháng sinh, tỉ lệ kháng, Enterobacteriaceae, Aeromonas spp., Enterococcus spp., Antibiotic-resistant, resistance rates
Chi tiết bài viết

Bài báo này được cấp phép theo Creative Commons Attribution 4.0 International License.
Tài liệu tham khảo
- J. Chen, R. Sun, C. Pan, Y. Sun, B. Mai, and Q.X. Li, Antibiotics and food safety in aquaculture, Journal of Agricultural and Food Chemistry, Vol. 68, No. 43, pp. 11908-11919, 2020. DOI:10.1021/acs.jafc.0c03996
- S. Chowdhury, et al, Antibiotics usage practices in aquaculture in Bangladesh and their associated factors, One Health, Vol. 15, 2022. DOI:10.1016/j.onehlt.2022.100445
- P. Laborda, F. Sanz-García, L. E. Ochoa-Sánchez, T. Gil-Gil, S. Hernando-Amado, and J. L. Martínez, Wildlife and antibiotic resistance, Frontiers in Cellular and Infection Microbiology, Vol. 12, 2022. DOI:10.3389/fcimb.2022.873989
- A. J. Thibodeau, M. Barret, F. Mouchet, V. X. Nguyen, and E. Pinelli, The Potential contribution of aquatic wildlife to antibiotic resistance dissemination in freshwater ecosystems: a review, Environmental Pollution, Vol. 350, 2024. DOI:10.1016/j.envpol.2024.123894
- S. E. Durand, R. Niespor, A. Ador, N. Govinda, M. Candia, and K. Torres, Ribbed mussel in an urban waterway filters bacteria introduced by sewage, Marine Pollution Bulletin, Vol. 161, 2020. DOI:10.1016/j.marpolbul.2020.111629
- A. Rico, R. Jacobs, P. J. Van den Brink, and A. Tello, A probabilistic approach to assess antibiotic resistance development risks in environmental compartments and its application to an intensive aquaculture production scenario, Environmental Pollution, Vol. 231, pp. 918–928, 2017. DOI:10.1016/j.envpol.2017.08.079
- M. L. O. Duarte, et al., In silico characterization of resistance and virulence genes in Aeromonas jandaei strains isolated from Oreochromis niloticus in Brazil, Microorganisms, Vol. 13, p. 1094, 2025. DOI:10.3390/microorganisms13051094
- J. Zhang, et al., Mixed infection in Common carp (Cyprinus carpio) caused by Aeromonas veronii, Aeromonas hydrophila, Plesiomonas shigelloides, and Citrobacter freundii, Animals, Vol. 15, p. 805, 2025. DOI:10.3390/ani15060805
- A. Z. Pepoyan, et al., Tetracycline resistance of Escherichia coli isolated from water, human stool, and fish gills from the Lake Sevan Basin, Letters in Applied Microbiology, Vol. 76, p. ovad021, 2023. DOI:10.1093/lambio/ovad021
- S. T. Odonkor, K. K. Addo, Prevalence of multidrug-resistant Escherichia coli Isolated from drinking water sources, International Journal of Microbiology, 2018. DOI:10.1155/2018/7204013.
- N. A. Isokpehi, A. Beshiru, E. Green, I. H. Igbinosa, A. G. Ogofure, and E. O. Igbinosa, Characterization of Enterococcus species in surface drinking water from Akoko Edo Nigeria reveals contamination levels and risks to public health, Scientific Reports, Vol. 15, p. 38120, 2025. DOI:10.1038/s41598-025-13068-2
- A. G. Sacramento, et al., VanA-Type vancomycin-resistant Enterococcus faecium ST1336 isolated from mussels in an anthropogenically impacted ecosystem, Marine Pollution Bulletin, Vol. 142, pp. 533-536, 2019. DOI:10.1016/j.marpolbul.2019.04.014.
- D. Mohanty, et al., Prevalence of extended-spectrum β-Lactamases (ESBLs) producing Aeromonas Spp. isolated from Lamellidens marginalis (Lamark, 1819) of sewage-fed wetland: a phenotypic and genotypic approach, Microorganisms, Vol. 12, p. 723, 2024. DOI:10.3390/microorganisms12040723
- K. Moniz, V. K. Walker, and V. Shah, Antibiotic resistance in mucosal bacteria from high arctic migratory salmonids, Environmental Microbiology Reports, Vol. 14, pp. 385-390, 2022. DOI:10.1111/1758-2229.12975
- Huỳnh Hoàng Huy, Nguyễn Nguyễn Du, Ứng dụng GIS thể hiện sự phân bố, biến động thành phần loài và sản lượng khai thác cá vùng Đồng bằng sông Cửu Long giai đoạn 2017 - 2019, Tạp chí Nghề Cá Sông Cửu Long, số 15, pp. 83-93, tháng 12/2019.
- Vũ Đặng Hải Long, Nguyễn Đăng Quang, và Nguyễn Quang Huy, Nghiên cứu tình trạng vi khuẩn kháng kháng sinh và sự phổ biến gen kháng kháng sinh ở một số ao nuôi cá tra tại Cần Thơ và Đồng Tháp, Hội nghị Khoa học toàn quốc về Công nghệ sinh học, 2024.
- Methodological guidelines MUK 4.2.2884-11. Methods of microbiological control of environmental objects and food products. Moscow, Federal Center of Rospotrebnadzor, p. 24, 2011.
- M100Ed33, Performance Standards for antimicrobial susceptibility testing, 33rd ed. clinical & laboratory standards institute, Available online: https://clsi.org/standards/products/microbiology/documents/m100/(accessed on 10 July 2023).
- V. Jarlier, M. H. Nicolas, G. Fournier, and A. Philippon, Extended broad-spectrum beta-lactamases conferring transferable resistance to newer beta-lactam agents in Enterobacteriaceae: hospital prevalence and susceptibility patterns, Reviews of Infectious Diseases, Vol. 10, No. 4, pp. 867-78, Jul-Aug. 1988. DOI: 10.1093/clinids/10.4.867. PMID: 3263690
- A. P. Magiorakos, et al., Multidrug-resistant, extensively drug-resistant and pandrug-resistant bacteria: an international expert proposal for interim standard definitions for acquired resistance, Clinical Microbiology and Infection, Vol. 18, No. 3, pp. 268–281, Mar. 2012. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2011.03570.x
- X. Xu, et al., Prevalence and genetic diversity of Aeromonas veronii isolated from aquaculture systems in the Poyang Lake Area, China, Frontiers in Microbiology, Vol. 13, p. 1042007, 2022. DOI:10.3389/fmicb.2022.1042007
- R. Ehsan, et al., Aeromonas veronii isolated from climbing perch (Anabas Testudineus) suffering from Epizootic Ulcerative Syndrome (EUS), Aquaculture and Fisheries, Vol. 8, pp. 288–295, 2023.DOI:10.1016/j.aaf.2021.11.005
- M. L. Grilo, et al., Aeromonas Spp. Prevalence, virulence, and antimicrobial resistance in an ex situ program for threatened freshwater fish: a pilot study with protective measures, Animals, Vol. 12, p. 436, 2022. DOI:10.3390/ani12040436
- A. Lupo, M. Haenni, and J. Y. Madec, Antimicrobial resistance in Acinetobacter spp. and Pseudomonas spp, Microbiology Spectrum, Vol. 6, 2017. DOI: 10.1128/microbiolspec.arba-0007-2017
- K. M. G. M. M. Kariyawasam, N. K. Lee, and H. D. Paik, Fermented dairy products as delivery vehicles of novel probiotic strains isolated from traditional fermented asian foods, Journal of Food Science and Technology, Vol. 58, pp. 2467–2478, 2021. DOI: 10.1007/s13197-020-04857-w
- A. A. Adegoke, C. E. Madu, P. Reddy, O. K. Fatunla,T. A. Stenström, and A. I. Okoh, Virulence and antibiotic resistance genes in Enterococcus from wastewater for reuse and their health impact, Microorganisms, Vol. 13, p. 1045, 2025. DOI:10.3390/microorganisms13051045
- A. Sampaio, V. Silva, P. Poeta, and F. Aonofriesei, Vibrio Spp.: life strategies, ecology, and risks in a changing environment, Diversity, Vol. 14, p. 97, 2022. DOI:10.3390/d14020097
- F. Di Bartolomeo, R. Ligresti, S. Pettenuzzo, T. Bini, C. Tincati, and G. C. Marchetti, Shewanella putrefaciens, an emerging foe from climate change: a case report, Journal of Medical Case Reports, vol. 19, p. 105, 2025. DOI:10.1186/s13256-025-05100-w
- Z. Pang, R. Raudonis, B. R. Glick, T. J. Lin, and Z. Cheng, Antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa: mechanisms and alternative therapeutic strategies, Biotechnology Advances, Vol. 37, pp. 177–192, 2019. DOI:10.1016/j.biotechadv.2018.11.013
- G. Tebano, I. Zaghi, M. Cricca, and F. Cristini, Antibiotic treatment of infections caused by AmpC-producing Enterobacterales, Pharmacy, Vol. 12, p. 142, 2024. DOI:10.3390/pharmacy12050142
- I. Ferheen, R. Spurio, L. Mancini, and S. Marcheggiani, Detection of morganella morganii bound to a plastic substrate in surface water, Journal of Global Antimicrobial Resistance, Vol. 32, pp. 104–107, 2023. DOI:10.1016/j.jgar.2023.01.008
- N. T. Nhung, N. V. Cuong, G. Thwaites, and J. Carrique-Mas, Antimicrobial usage and antimicrobial resistance in animal production in Southeast Asia: a review, Antibiotics, Vol. 5, p. 37, 2016. DOI:10.3390/antibiotics5040037
- K. Bush, P. A. Bradford, β-Lactams and β-Lactamase inhibitors: an overview, Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine, Vol. 6, p. a025247, 2016. DOI:10.1101/cshperspect.a025247
- F. C. Uhland., et al., Extended spectrum β-Lactamase-producing enterobacterales of shrimp and salmon available for purchase by consumers in Canada-a risk profile using the codex framework, Antibiotics, Vol. 12, p. 1412, 2023. DOI:10.3390/antibiotics12091412